La synapse, zone de transmission du message nerveux

 

Au cours de sa conduction, le message nerveux peut être transmis à un autre neurone ou à un organe effecteur comme un muscle par exemple. Cette transmission s'effectue au niveau d'une structure spécialisée : la synapse.

Comment les caractéristiques du message nerveux sont-elles transmises par la synapse ?

 

En travaux pratiques

• Objectif : étude de la structure d'une synapse

Il est possible de se procurer de nombreuses photographies de synapse sur le web. Le site le plus riche en documents utilisables en classe, bien informés est celui de "Atlas of Ultrastructural Neurocytology" (http://synapses.bu.edu/atlas/contents.htm), celui-ci faisant partie du site exceptionnel sur les synapses et l'organisation du tissu nerveux "Synapse Web" (http://synapses.bu.edu/index.asp). Sur ce site, de belles images sériées (de la page d'accueil cliquez sur Anatomie puis organelles puis colorized flipbook) de jonctions entre neurones, sont disponibles et présentées sous forme d' animation (de la page d'accueil cliquez sur Anatomie puis organelles puis colorized flipbook).

Mettre une légende sur une photographie d'ultrastructure de synapse :

- En laissant la liberté de choisir les noms de légende
- À partir de noms prédéfinis

 

En travaux pratiques :

• Objectif :
Étude de la synapse neuromusculaire de lombric

La notion de neurotransmetteur peut être mise en évidence expérimentalement sur le muscle de Lombric.

• Protocole expérimental :
Le protocole ci-dessous est inspiré de celui utilisé dans l'article du bulletin de l'APBG (volume 4, 1986 pp 745-750 ), adapté au matériel EXAO.

Un protocole similaire est utilisé à l'université de Paris VI et décrit dans les pages de Travaux pratiques de Didier Pol..

a) Préparation du liquide physiologique :

    • Dissoudre dans des récipients séparés et dans un peu d'eau les composés suivants puis les ajouter un à un dans cet ordre :
      - Chlorure de sodium...........................8.2 g
      -       Chlorure de potassium.......................0.2 g
      -       Chlorure de magnésium......................0.1 g
      -       Hydrogénocarbonate de sodium.........0.2 g
      - Glucose.............................................1 g
      -       Chlorure de calcium............................0.2 g
    • Compléter le tout à un litre d'eau. Juste avant l'emploi ajouter 1mg/l de prostigmine.


b) Préparation d'une solution mère d'acétylcholine :

    • Il est possible de se procurer de l'acetylcholine au près des laboratoire SIGMA (comme d'autres neurotransmetteurs que l'on peut également testés). Réaliser des solutions de concentrations variables de 10-2 à 10-6 moles/l.
    • Commander également de la néostigmine (ou prostigmine) qui est un analogue de l'ésérine. Cette substance permet d'obtenir des résultats plus durables.


c) Préparation du capteur :

    • Réaliser le montage suivant avec du matériel courant disponible dans tout laboratoire :

- Morceau rectangulaire de paroi musculaire de Lombric.
- Cuve contenant le liquide physiologique en plastique de 3 cm de diamètre fixée par des colliers pour tuyau de PVC.
- Tuyau d'oxygénation relié au bulleur d'aquarium et muni d'un robinet pour aquarium afin de régler le débit.
- Robinet de vidange.
- Bouchon à deux trous muni d'un piton circulaire permettan de faire passer un fil de pêche muni d'un hameçon, surligné en bleu, pour tendre le lambeau.
- Pince fixant le fil de pêche selon la tension désiré.
- Pince des anciens cardiographes qui servait autrefois à réaliser les expériences sur le cœur de grenouille, relié au stylet par le fil surligné en vert.
- Axe de rotation (simple vis).
- Stylet récupéré servant autrefois aux expériences de cardiographie muni d'un fil d'argent trempant dans la cuve.
- Cuve (boîte de lamelles de microscopies) contenant une solution de CuSO4 anhydre à 0,55 mole/l dans de la glycérine.
- Demi support de fusible permettant de fixer le stylet (celui-ci peut être enlever à volonté), sur lequel est soudé un des fils de mesure.
- Système de ressort réglable formé de deux "dominos" d'électricien, d'un fil de fer rigide et d'un collier plastique. Le réglage se fait en coulissant le deuxième domino sur le fil de fer et en faisant coulisser plus ou moins le collier en plastique, de telle manière à obtenir une tension convenable au départ.
- Potentiomètre de 470 ohms permettant de régler le zéro.
- Pile de 9 Volts.
- Fiches bananes ou sont branchés les fils reliés au voltmètre.
- Noix de fixation sur le support maintenant le système vertical.
- Plaque de verre cristallin ou de plexiglass.
- Bornes de la cuve (deux fils d'argent soudés à des fiches bananes de 2 mm) soumises à une ddp de 9 Volts.
- Bocal pour récupérer le liquide physiologique usagé.

 
Vue du système sans matériel vivant montrant davantage le circuit électrique. Vue du stylet et de son ressort réglable.

d) Préparartion du matériel vivant :

    • Choisir un lombric de bonne taille.
    • Couper un tronçon d'environ 3 cm de longueur en ôtant la tête et la queue, l'ouvrir en pratiquant deux sections longitudinales de part et d'autre de la chaîne nerveuse ventrale, qu'il faut enlever afin de ne pas être gêné par des contractions spontanées des muscles périphériques.
    • Bien nettoyer ce lambeau de paroi musculaire rectangulaire (3 x 1 cm environ) en le râclant délicatement.
    • Placer ce lambeau dans le liquide physiologique dans la cuve oxygénée par un aérateur d'aquarium.
    • Le fixer par les deux pinces d'anciens cardiographes.
    • Régler la tension en étirant plus ou moins le fil inférieur et en le fixant par la pince.
    • Attendre une dizaines de minutes avant de manipuler.

e) Acquisition des mesures :

    • N'importe quel système EXAO peut-être utilisé. Dans notre cas nous avons utilisé le système JEULIN avec le module voltmètre et le logiciel Généris. Il suffit d'un logiciel qui mesure une tension en fonction du temps pour faire les acquisitions, cette tension étant proportionnelle à la contraction du muscle.

 

• Exemple de résultats :

L'enregistrement suivant à été obtenu : des injections d'acétylcholine en quantité croissante ont été réalisées. Pour injecter :

    • 0,5 nmole prendre 0,5 ml de la solution à 10-6 mole/L (injecter avec une seringue de 1 ml à insuline)
    • 10 nmoles prendre 1ml de la solution à 10-5 mole/L
    • 0,5 µmole prendre 0,.5 ml de la solution à 10-3 mole/L
    • 10 µmoles prendre 1 ml de la solution à 10-2 mole/L

Il est bien évidemment indispensable de vidanger la cuve, de la rincer avec du liquide physiologique, avant de recommencer l'expérience.

La réaction se fait après un temps de latence de 10 à 30 secondes (il diminue quand la concentration augmente).

Remarque : si l'on ne dispose pas du montage, on peut quand même montrer que l'Ach déclenche une contraction en laissant le lambeau dans une soucoupe contenant du liquide physiologique et en ajoutant de l'Ach à un moment donné. La contraction est très visible.

 

 

 

 

 

 

 

 

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